期刊名称：Carbohydrate Polymers
影响因子：12.5
DOI：https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2025.124597
本研究聚焦黄精经过传统“九蒸九晒”加工后多糖的结构变化与抗衰老活性提升机制，致力于系统阐明纯化均一黄精多糖的抗衰老分子机制，并揭示加工过程对其结构特征与生物活性调控规律的影响，以弥补该领域机制研究的缺失。研究以云南普洱黄精为原料，分为生品（RPR）和经“九蒸九晒”加工的制品（PPR），通过乙醇脱脂、水提醇沉、柱层析等方法纯化得到高纯度均一多糖RPR-N2和PPR-N2，再采用SEC-MALLS-RI、HPAEC-PAD、甲基化分析、NMR及SEM等技术对其结构进行表征，并通过构建过氧化氢（H2O2）诱导的MRC-5成纤维细胞衰老模型，结合CCK-8法、SA-β-GAL染色、流式细胞术等手段评估其抗衰老活性。
结构表征结果显示，生品RPR-N2是分子量为5.5kDa的β-果聚糖，其核心结构为→6)-α-D-吡喃葡萄糖基-(1→，带有→1)-β-D-呋喃果糖基-(2→和→1,6)-β-D-呋喃果糖基-(2→的糖苷键，以及→1,6)-β-D-呋喃果糖基-(2→侧链。另一种是来自炮制黄精的10.5kDa半乳聚糖，其主链为→4)-β-D-吡喃半乳糖基-(1→，中间连接→4,6)-β-D-吡喃半乳糖基-(1→残基，并带有→4,6)-β-D-吡喃半乳糖基-(1→的支链侧链。
抗衰老活性实验表明，两种多糖均能显著缓解H2O2诱导的细胞衰老，且在亚毒性浓度下表现出良好的细胞保护作用：RPR-N2（200μg/mL）和PPR-N2（800μg/mL）分别使细胞活力恢复至基线的88.77%和90.73%。其作用机制涉及多个方面：降低衰老相关β-半乳糖苷酶（SA-β-GAL）活性，减少细胞衰老标志物表达；增强超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化氢酶（CAT）、谷胱甘肽过氧化物酶（GPX）等抗氧化酶活性，提升细胞抗氧化防御能力；逆转G₁期细胞周期阻滞，增加S期和G2/M期细胞比例，恢复细胞增殖能力；稳定线粒体膜电位，改善线粒体功能；激活端粒酶活性，延缓端粒磨损；抑制衰老相关分泌表型（SASP）因子（IL-6、IL-8、CXCL-10）的分泌，同时上调肝细胞生长因子（HGF）表达，减轻炎症反应并促进组织修复。
研究结论指出，“九蒸九晒”通过糖苷键断裂与重组，使黄精多糖从β-果聚糖转变为分支状β-半乳聚糖，这种结构重塑直接增强了其抗衰老活性，为传统加工工艺的科学性提供了分子层面的解释。两种多糖均为潜在的抗衰老营养保健品候选物，本研究为黄精多糖在衰老相关疾病干预中的应用奠定了基础，未来需进一步阐明其作用的精确信号通路并开展体内验证实验。
原始黄精（PR）根茎取自中国云南省普洱市（北纬22.395280°，东经99.806436°；图1A）的栽培源，并分为两批。一批作为未处理的原始PR（RPR）保留，另一批采用“九蒸九晒”工艺制备处理后的PR（PPR）。处理方法遵循既定流程（Guan等，2024），每个循环包括：1）沸水水蒸气处理4小时，2）常温平衡处理10小时，3）40℃强制空气脱水直至残余水分含量低于10%。
（1）多糖的分离与结构表征
未经处理的黄精呈现淡黄白色外观。随着连续处理周期的进行，材料逐渐变暗，至第九次蒸煮周期时最终变为深棕黑色。这种颜色变化与美拉德反应产物相符。从原始（RPR）和处理（PPR）材料中均提取了粗多糖并进行分级分离。RPR中获得水洗脱中性多糖组分RPR-D1，纯度达94.4%（图1B、2A）。相比之下，PPR不仅产生中性多糖PPR-D1（纯度95.9%），还生成三种酸性衍生物（PPR-D2-D4）（图1B、2B），反映出处理过程诱导的成分多样性增强。高纯度中性组分通过凝胶过滤层析法进一步纯化。
通过Sephacryl S-400HR尺寸排阻色谱分离RPR-D1，得到两个亚组分：RPR-N1（纯度87.0%）和RPR-N2（纯度94.2%）（图1B、2C）。PPR-D1同样被分离为PPR-N1（纯度91.5%）和PPR-N2（纯度95.4%）（图1B、2D）。基于其较高的纯度（≥94%），RPR-N2和PPR-N2被选作后续结构分析的样品。
在2000倍和10,000倍放大倍数下，扫描电子显微镜观察到两种多糖组分存在显著的微观结构差异。RPR-N2呈现不规则片状形态，表面具有明显异质性（图2E）。相比之下，PPR-N2则显示出有序条纹结构与球形聚集体交错分布（图2F）。这些截然不同的拓扑特征表明，多糖在加工过程中发生了显著的结构重组。观察到的质地变化可能源于“九蒸九晒”处理引发的热降解和结构重排，该处理破坏了氢键网络并促进了多糖链的部分解聚。此外，单糖组成和糖苷键模式的改变也可能进一步导致分子堆积方式和表面形态的差异。
图1.（A）黄精根茎样本照片；（B）RPR-N2与PPR-N2提取纯化流程。
图2.黄精多糖的纯化过程。（A）DEAE Seplife FF层析柱上RPR的洗脱曲线，获得一个主要组分RPR-D1。（B）同一柱上PPR的洗脱曲线，显示四个组分：PPR–D1、PPR–D2、PPR–D3和PPR–D4。（C）通过Sephacryl S-400HR尺寸排阻色谱对RPR-D1的进一步纯化，得到亚组分RPR-N1和RPR-N2。（D）在相同条件下对PPR-D1的纯化，获得PPR-N1和PPR–N2。（E，F）扫描电子显微镜（SEM）图像：（E）RPR-N2和（F）PPR–N2。
（2）单糖谱分析与分子量分布
高效阴离子交换色谱（HPAEC）分析显示，纯化后的多糖具有独特的单糖组成特征。RPR-N2主要由果糖（Fru，95.57%）构成，葡萄糖（Glc，4.43%）占比较低，表明其具有同型果聚糖结构（图3A）。相比之下，PPR-N2在加工后发生了显著的组成变化，以半乳糖（Gal，91.42%）为主导单糖，辅以甘露糖（Man，5.08%）、葡萄糖（Glc，1.51%）、木糖（Xyl，0.99%）和阿拉伯糖（Ara，0.90%）（图3B）。这种糖类组成的显著变化反映了加工过程引发的结构重组。具体而言，多糖从RPR中近乎均一的果聚糖构型转变为PPR中富含半乳聚糖的异源多糖结构。
通过尺寸排阻色谱-毛细管电泳-放射免疫分析（SEC-malls-RI）进行的分子量分析显示，加工后平均分子量增加两倍。RPR-N2的重均分子量（Mw）测定为5.5kDa，而PPR-N2的重均分子量达到10.5kDa（图3C-D）。这种显著的分子量变化与从简单果聚糖向复杂异源聚糖的组成转变相吻合，表明热加工过程中发生了聚合或聚集机制。
图3.黄精多糖的单糖组成及分子量分布。（A）RPR-N2单糖色谱图；（B）PPR–N2单糖色谱图；（C）RPR-N2分子量分布；（D）PPR–N2分子量分布。注：在C、D图中，红色曲线代表多角度激光光散射（MALS）信号（LS，单位伏特），该信号与洗脱分析物的分子尺寸和重量成正比。蓝色曲线对应微分折射率（dRI）信号（单位RIU），反映因分析物浓度变化引起的折射率改变。绿色曲线表示通过LS与dRI信号同步分析计算得出的摩尔质量。无机盐和DMSO流动相对应的溶剂峰分别在约37分钟和102分钟洗脱。
多糖羟基经过连续甲基化、水解还原和乙酰化反应，生成乙酸糖醇。气相色谱-质谱（GC-MS）分析表征了衍生化样品和甲基糖苷物种，而未甲基化位点对应单糖连接位点。RPR-N2和PPR-N2的甲基化谱如图4A-B所示。
研究人员对多糖的羟基进行系列化处理，依次进行甲基化、水解、还原和乙酰化反应，制备出部分甲基化的醛糖醇乙酸酯衍生物。通过气相色谱-质谱联用技术（GC–MS）对这些衍生物及甲基糖苷类化合物进行表征分析。未甲基化位点可指示单糖残基中糖苷键的连接位置。图4A-B展示了RPR-N2和PPR-N2的甲基化谱图。Zhang等通过诊断离子分析法，将质谱数据与参考数据库进行比对，最终确定了糖苷键类型及其组成比例。
对比分析显示，这两种多糖存在显著的结构差异（图4A-B）。RPR-N2呈现线性果聚糖结构，包含末端Fruf（t-），末端Glcp（t-），1-连接Fruf，6-连接Glcp以及1，6-连接Fruf。而PPR-N2则展现出高度分支的异聚糖拓扑结构，由末端Glcp（t-），末端Galp（t-），4-连接Manp，4-连接Galp，4-连接Glcp，6-连接Galp，3,4-连接Galp，2，4-连接Manp及4，6-连接Galp组成。这些连接模式证实，加工过程显著增加了糖苷键的复杂性。在“九蒸九晒”工艺中进行的热循环处理，将RPR的线性果聚糖有效转化为PPR中观察到的富含半乳聚糖的高度分支异聚糖，从根本上改变了大分子结构。
图4.黄精多糖的甲基化分析。（A）RPR-N2的总离子色谱图，（B）PPR-N2的总离子色谱图。
（4）RPR-N2与PPR-N2的核磁共振化学位移归属
采用核磁共振波谱技术对RPR-N2和PPR–N2的结构特征进行鉴定。RPR-N2的1H NMR谱图显示信号集中在3至6ppm区间。在醛糖中，β-糖苷异头质子通常在δ4.4–4.8ppm处共振，而α构型则出现在δ4.8–5.8ppm。由于果糖具有酮糖特性，其缺乏异头质子，因此通过异头碳化学位移推断糖苷键构型。RPR-N2在δ4.4–5.3ppm范围内未出现显著峰，这与果糖的特征谱图相似。然而，在δ5.35ppm处存在一个明显的α构型葡萄糖信号（糖残基D）（图5A）。
RPR-N2的13C核磁共振谱显示，在95-110ppm范围内存在更宽泛的异头碳信号，其中包含三个耦合峰（δ103.66、103.16和103.8ppm），分别对应残基A、B和C（图5B）。通过1H/13C核磁共振与HSQC谱的综合分析，将残基D的异头质子定位至δ5.35ppm。残基B和C在异头区域未出现HSQC交叉峰，这与果糖结构相符。此外还检测到两个13C异头信号（δ92ppm和δ103ppm），但仅有一个1H信号（δ5.35ppm）。残基A未出现HSQC交叉峰且酮式结构中无异头质子，表明该残基（δ103.66ppm）为果糖单元。
α和β构型的吡喃葡萄糖异头碳原子通常分别位于90-100ppm和100-106ppm范围内。通过与HSQC模式及先前研究交叉比对，残基A被判定为→1)-β-D-Fruf-(2→)（图5C）。类似推理表明残基B（β-D-Fruf-(2→)）和C（→1,6)-β-D-Fruf-(2→)为果糖衍生物，且残基D的α-葡萄糖构型通过其H1/C1信号得以确认（δ5.35ppm/92.16ppm）。HSQC衍生的H2-H6（δ3.48、3.70、3.82、3.88和3.44ppm）及C2-C6（δ71.09、72.41、74.25、75.13和69.19ppm）位移表明存在O-1/O-6取代。甲基化数据与文献比对将残基D判定为→6)-α-D-Glcp-(1→（图5C）。
将13C/1H化学位移与HMBC谱数据整合后，揭示了RPR-N2多糖之间的结构连接关系。关键相关性包括：残基A-C2（δ103.66）与A-H1（δ3.78/3.60ppm）及D-H1（δ5.35ppm）；残基B-C2（δ103.16）与C-H6（δ3.89ppm）；残基C-H1（δ3.70ppm）与D-C6（δ69.19ppm）；以及残基C-C1（δ103.80ppm）与A-H1（δ3.78/3.60ppm）和C-H1（δ3.78/3.60ppm）。C-H1与D-H6之间δ3.70/3.44ppm的交叉峰（图5D）证实了主链-支链连接的存在。通过1D/2D NMR与甲基化分析的综合结果，确定RPR-N2为以→1)-β-D-Fruf-(2→和→1,6)-β-D-Fruf-(2→)为主的β-果聚糖，主链中存在少量→6)-α-D-Glcp-(1→)单元。此外还发现O-6位连接的支链末端（β-D-Fruf-(2→)）由→1,6)-β-D-Fruf-(2→)残基组成（图5E-F）。这些结果与观察到的HMBC相关性及先前的结构模型一致。
PPR-N2的1H核磁共振谱（图6A）显示信号范围δ3.00–5.50ppm，包含特征性β-糖苷键异头质子（δ4.30–4.80ppm）和α构型信号（δ4.80–5.80ppm）。δ4.57、4.54和4.39ppm处的明显耦合峰表明存在多个糖苷键。13C核磁共振分析显示异头碳信号（95–110ppm），HSQC相关性解析出残基A（δH4.57/δC105.70）、B（δH4.54/δC96.34）和C（δH4.39/δC103.70）（图6B）。通过HSQC衍生的H2-H6（δ3.62、3.66、4.11、3.70、3.75ppm）和C2-C6（δ71.52、74.43、77.01、73.33、60.72ppm）位移，鉴定出残基A（→4）-β-D-Galp-(1→)。C1/C4位移向低场方向证实存在O-1/O-4取代。残基B（β-D-Galp-(1→)）通过COSY法分配的H2-H6位移（δ3.47、3.59、3.86、4.03和3.62ppm）和HSQC法定位的C2-C6位移（δ71.09、72.56、73.81、70.14和62.13ppm）得以确认（图S5A）。C1DE屏蔽效应表明存在O-1取代。残基C（→4,6）-β-D-Galp-(1→)通过H2-H6（δ3.52、3.75、4.08、3.92和3.84ppm）和C2-C6（δ72.02、74.87、76.82、69.8和68.59ppm）位移，结合C1/C4/C6位移向低场方向证实存在O-1/O-4/O-6取代（图6C）。
HMBC相关性分析揭示了残基间的连接关系。AH1（δH4.57）与A-C4（δC77.01）及C-C4（δC76.82）存在关联，AC1（δC105.70）则与A-H4（δH4.11）和C-H4（δH4.08）相连，而B-C1（δC103.70）则与A-H4存在连接（图6D）。NOESY数据证实存在序列排列：A-H1（δH4.57）↔A-H4（δH4.11），B-H1（δH4.39）↔A-H4，C-H1（δH4.54）↔A-H4（图S5B）。当这些数据与甲基化数据结合时，结果显示PPR-N2具有以→4)-β-D-Galp-(1→为主的β-半乳糖骨架，其中少量存在→4,6)-β-D-Galp-(1→单元，其O-6位具有→4,6)-β-D-Galp-(1→分支并含有→4,6)-β-D-Galp-(1→残基（图6E-F）。
图5.多糖RPR-N2的核磁共振谱图。（A）1H核磁共振谱图；（B）13C核磁共振谱图；（C）1H-13C HSQC谱图；（D）1H-13C HMBC谱图；以及（E-F）多糖RPR-N2的推测主结构。各谱图中字母A（绿色）、B（蓝色）、C（紫色）和D（红色）分别代表→1)-β-D-Fruf-(2→(残基A)、β-D-Fruf-(2→(残基B)、→1,6)-β-D-Fruf-(2→(残基C)和→6)-α-D-Glcp-(1→(残基D)。
图6.多糖PPR–N2的核磁共振谱。（A）1H核磁共振谱；（B）13C核磁共振谱；（C）1H–13C HSQC谱；（D）1H–13C HMBC谱；（E-F）多糖PPR–N2的推测主结构。各谱图中字母A（绿色）、B（蓝色）和C（紫色）分别代表→4)-β-D-Galp-(1→（残基A）、β-D-Galp-(1→（残基B）和→4,6)-β-D-Galp-(1→（残基C）。
（5）PR多糖的抗衰老功效
①细胞保护作用与衰老调节
在≥800μg/mL浓度下抑制了MRC-5成纤维细胞的增殖，而RPR-N2在200μg/mL时就表现出更早的抑制起始。这种4倍的效力差异表明，RPR多糖具有更高膜亲和力的构象，这可能是由于多配体与衰老相关受体的结合所致。通过使用0.8μM H₂O₂建立了一个经过验证的氧化应激模型（存活率56.73%vs.对照组，P<0.001）。在亚毒性浓度下（PPR-N2：800μg/mL；RPR-N2：200μg/mL），两种多糖均显示出对过氧化物诱导衰老的显著细胞保护作用（P<0.05vs.H₂O₂组；图9A）。值得注意的是，PPR-N2将存活率恢复至基线值的90.73%（较H₂O₂组增加1.69倍），而RPR-N2实现了88.77%的恢复率（增强1.65倍）。这种剂量解耦的生物活性——低浓度RPR-N2与高剂量PPR-N2的疗效相当——表明尽管配体可用性降低，但加工诱导的结构修饰和靶标结合效率仍有所提升。
图7.RPR-N2和PPR–N2的抗衰老活性。AO：用AO染色的细胞，SA-β-GAL：用β-半乳糖苷酶染色的细胞，EB：用EB染色的细胞。
②多模态衰老生物标志物分析
吖啶橙（AO）染色显示了明显的凋亡形态学特征：与空白组相比，H₂O₂诱导的衰老MRC-5细胞荧光强度减弱，表明存在衰老相关坏死。N-乙酰半胱氨酸（NAC）是一种含硫氨基酸衍生物，也是细胞和动物实验中最常用的抗氧化剂之一。NAC的巯基可直接清除活性氧（ROS）。此外，NAC参与谷胱甘肽（GSH）的合成，从而间接参与内源性抗氧化防御系统。因此，NAC被选作阳性对照。相比之下，经N-乙酰半胱氨酸（NAC）或多糖（RPR-N2/PPR-N2）处理的细胞仍保持强荧光强度，证明其能够减轻H2O2诱导的细胞衰老和坏死（图7）。
对SA-β-GAL活性的定量分析显示，与H2O2模型组相比，NAC、RPR-N2和PPR-N2组的显色沉淀显著减少（P<0.01），表明衰老相关β-半乳糖苷酶受到有效抑制。溴化乙锭（EB）染色进一步证实了多糖的细胞保护作用。衰老对照组细胞因膜完整性受损呈现广泛蓝色染色，而多糖处理组的EB摄取减少——与NAC组相当——提示细胞膜完整性和活性良好（图7）。
综合这些多模式评估结果表明，RPRN2和PPR-N2均能有效抵抗氧化应激损伤，发挥抗衰老作用。结构分析显示，PPR-N2中的分支半乳聚糖基序可能通过增强与凝集素样受体的结合来提升其促衰老细胞清除效能，而RPR-N2的线性果聚糖结构则可能有助于清除活性氧（ROS）。
③线粒体稳态与细胞周期重编程
JC-1比率分析（λex=514/529nm）量化了线粒体膜电位（MMP）动态变化（图9B），结果显示空白MRC-5成纤维细胞中存在显著极化（J-聚集体/J-单体比值=2.52±0.10），而经H2O2处理的细胞则出现灾难性去极化（比值=0.22±0.02，P<0.001）。添加多糖可恢复MMP，但效果存在差异（RPR-N2组比空白组恢复51.3%（P<0.01），H2O2组恢复42.03%（P<0.01），PPR-N2组恢复1.36%（P<0.05），NAC组恢复77.8%（P<0.001））。细胞周期分析（PI染色和ModFit分析）表明，PR多糖可抑制氧化检查点激活（图8、10E），并将过氧化氢诱导的G1/G0期阻滞逆转至接近基线水平（RPR-N2组：53.30%（P<0.05）；PPR-N2组：53.40%（P<0.05）），同时S期（17.80%→20.67–21.83%）和G2/M期（14.67%→24.90–25.90%）细胞比例同步增加（P<0.05）。线性果聚糖RPR-N2与支链杂聚糖PPR-N2的疗效相当，表明线粒体稳定作用与结构无关，且可能通过清除活性氧（ROS）介导。
图8.MRC-5细胞每个周期的细胞数量。
图9.黄精多糖对衰老MRC-5细胞中细胞增殖(A)、线粒体膜电位(B)、端粒酶活性(C)以及抗氧化酶（SOD、CAT和GPX）活性（D–F）的影响。结果以均值±标准差表示（n=3）。*与空白组相比P<0.05，**与H2O2组相比P<0.01。
④端粒酶激活动力学
定量端粒酶PCR显示，在氧化应激受损的MRC-5细胞中，酶的再激活呈剂量依赖性（图9C），相对定量（RQ）值表明H2O2处理的细胞中端粒酶受到严重抑制（RQ=0.31±0.02vs.空白对照组1.00±0.04，P<0.001）。治疗干预部分恢复了活性。NAC处理达到RQ=0.86±0.04（P<0.01vs.H2O2），RPR-N2达到RQ=0.69±0.07（P<0.05），PPR-N2达到RQ=0.74±0.07（P<0.05）。多糖处理（RPR-N2/PPR-N2）实现了55.07–62.32%的端粒酶恢复，而NAC达到79.71%。多糖之间无显著差异（P<0.05）。结果表明，PR聚糖通过结构基序对抗端粒磨损，这与基于硫醇的NAC机制不同。
⑤PR多糖可增强抗氧化酶活性
图9D-F显示，H₂O₂诱导的衰老显著耗竭了MRC-5细胞中的抗氧化酶，使SOD降至1.20±0.12U/mL（较空白组5.44±0.11U/mL下降78%），GPX降至180.12±20.53U/mL（下降64%），CAT降至1.51±0.26U/mL（下降72%）。两种PR处理均显著减轻了这种损伤（与H₂O₂组相比P<0.05），其中RPR-N2使SOD恢复至3.10±0.22U/mL，CAT恢复至3.01±0.26U/mL，而PPR-N2则达到3.24±0.11U/mL（SOD）和3.31±0.26U/mL（CAT）。值得注意的是，NAC表现出更优的疗效（SOD：4.47±0.16U/mL；CAT：4.37±0.26U/mL），显著优于PR组（P<0.05）。综上，这些结果表明富含寡糖的PR组分（RPRN2/PPR-N2）能显著抵消H₂O₂诱导的衰老MRC-5细胞抗氧化酶耗竭（P<0.05）。然而，与参照剂NAC相比，其对SOD/CAT活性的结构特异性修复能力仍不理想。
⑥SASP通过细胞因子重编程进行调控
氧化应激触发了MRC-5成纤维细胞中典型的SASP激活，其特征表现为IL-6（3.18倍增加，空白组为88.27±1.31vs.27.75±1.24pg/mL，P<0.001）、IL-8（3.17倍增加，204.89±3.68vs.64.67±3.79pg/mL）和CXCL-10（3.09倍增加，777.04±13.78vs.251.21±14.22pg/mL）的促炎性激增，同时伴随组织修复抑制，表现为HGF耗竭至基线值的32.8%（空白组为1.48±0.06vs.4.51±0.07pg/mL，P<0.001）。
PR处理组显示出与NAC相当的多细胞因子调节水平（图10A-D），其中分支PPR-N2对CXCL-10的抑制效果优于RPR-N2（Δ-3.7%vs.RPR-N2，P<0.05）。这可能与其末端半乳糖基序有关，该基序可能干扰趋化因子与受体的结合。NAC主要使IL-6/IL-8恢复正常（恢复率为66.1–66.9%，而多糖组为50.4–54.3%），而PR聚糖组则表现出更强的HGF修复能力（PPR-N2组64.1%vs.NAC组69.0%），提示存在聚糖介导的组织修复激活。
图10.黄精多糖对衰老MRC-5细胞中IL-6（A），IL-8（B），CXCL-10（C）和HGF（D）浓度及细胞周期阶段分布（E）的影响。（F）黄精多糖延缓MRC-5细胞衰老的潜在机制。结果以均值±标准差表示（n=3）。*与空白组相比P<0.05，**与过氧化氢组相比P<0.01，##与过氧化氢组相比P<0.01。
3.结论
该研究结论表明，传统“九蒸九晒”加工使黄精多糖发生显著结构重塑，从生品的β-果聚糖（RPR-N2，5.5kDa）转变为制品的分支状β-半乳聚糖（PPR-N2，10.5kDa）。两种多糖均能通过多重机制缓解H₂O₂诱导的MRC-5成纤维细胞衰老，包括降低SA-β-GAL活性、增强抗氧化酶活性、逆转G₁期细胞周期阻滞、稳定线粒体膜电位及抑制SASP因子分泌。加工后的PPR-N2在部分指标上表现更优，证实结构转变提升了抗衰老功效。研究为黄精传统加工工艺的科学性提供了分子依据，明确两种多糖为潜在抗衰老营养保健品候选物，未来需进一步探究其信号通路及体内功效。